Везде

ОХНМЭлектрохимия Russian Journal of Electrochemistry

  • ISSN (Print) 0424-8570
  • ISSN (Online) 3034-6185

Изменение проводимости бислойных липидных мембран под действием плюроников L61 и F68: Сходство и различие

Вы можете
Код статьи
10.31857/S0424857024050019-1
DOI
10.31857/S0424857024050019
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Аносов А. А.
  • Аффилиация: НИЦ “Курчатовский институт”
Том/ Выпуск
Том 60 / Номер выпуска 5
Страницы
331-340
Аннотация
Исследовано изменение проводимости плоских бислойных липидных мембран из азолектина, вызванное плюрониками L61 и F68 с одинаковой длиной гидрофобных блоков поли(пропиленоксида) и разной длиной гидрофильных блоков поли(этиленоксида). Интегральная проводимость мембран увеличивается с ростом концентраций обоих плюроников. При одинаковой концентрации плюроников в растворе проводимость для L61 выше. По литературным данным [24] для L61 и F68 были рассчитаны концентрации плюроников, связанных с бислоем. При близких концентрациях связанных с мембраной плюроников проводимости мембран также близки. Был сделан вывод, что появление в мембране одинаковых гидрофобных частей плюроников L61 и F68 вызывает одинаковый рост проводимости в первом приближении. Форма кривых проводимости-концентрации является суперлинейной для L61 и сублинейной для F68. В присутствии обоих плюроников для приблизительно 40% мембран наблюдаются скачки проводимости с амплитудой от 10 до 300 пСм и выше. Мы связываем наблюдаемые скачки проводимости с возникновением в мембране проводящих пор или дефектов. Количество зарегистрированных в мембране пор было случайной величиной с большой дисперсией и не коррелировало с концентрацией плюроника. Разница между средними проводимостями пор для мембран с L61 и F68 не была статистически значимой.
Ключевые слова
бислойные липидные мембраны плюроник мембранная проводимость флуктуации мембранного тока липидная пора
Дата публикации
17.09.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
1

Библиография

  1. 1. Fusco, S., Borzacchiello, A., and Netti, P.A., Perspectives on: PEO-PPO-PEO triblock copolymers and their biomedical applications, J. Bioact. Compat. Polym., 2006, vol. 21, p. 149. https://doi.org/10.1177/0883911506063207
  2. 2. Rey-Rico, A. and Cucchiarini, M., PEO-PPO-PEO tri-block copolymers for gene delivery applications in human regenerative medicine – an overview, Intern. J. Mol. Sci., 2018, vol. 19, p. 775. https://doi.org/10.3390/ijms19030775
  3. 3. Zarrintaj, P., Ramsey, J.D., Samadi, A., et al., Poloxamer: A versatile tri-block copolymer for biomedical applications, Acta Biomater., 2020, vol. 110, p. 37. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2020.04.028
  4. 4. Frey, S.L. and Lee, K.Y.C., Temperature dependence of poloxamer insertion into and squeeze-out from lipid monolayers, Langmuir, 2007, vol. 23, p. 2631. https://doi.org/10.1021/la0626398
  5. 5. Yu, J., Qiu, H., Yin, S., Wang, H., and Li, Y., Polymeric Drug Delivery System Based on Pluronics for Cancer Treatment, Molecules, 2021, vol. 26, p. 3610. https://doi.org/10.3390/molecules26123610
  6. 6. Prado-Audelo, J.J., Magaña, B.A., et al., In vitro cell uptake evaluation of curcumin-loaded PCL/F68 nanoparticles for potential application in neuronal diseases, J. Drug Delivery Sci. and Technol., 2019, vol. 52, p. 905.
  7. 7. Venne, A., Li, S., Mandeville, R., Kabanov, A., and Alakhov, V., Hypersensitizing effect of pluronic L61 on cytotoxic activity, transport, and subcellular distribution of doxorubicin in multiple drug-resistant cells, Cancer Res., 1996, vol. 56(16), p. 3626.
  8. 8. Huang, J., Si, L., Jiang, L., Fan, Z., Qiu, J., and Li, G., Effect of pluronic F68 block copolymer on P-glycoprotein transport and CYP3A4 metabolism, Intern. J. Pharm., 2008, vol. 356, p. 351.
  9. 9. Chang, L.C., Lin, C.Y., Kuo, M.W., et al., Interactions of Pluronics with phospholipid monolayers at the air–water interface, J. Colloid Interface Sci., 2005, vol. 285, p. 640. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2004.11.011
  10. 10. Wu, G., Majewski, J, Ege, C., et al., Interaction between lipid monolayers and poloxamer 188: an X-ray reflectivity and diffraction study, Biophys. J., 2005, vol. 89, p. 3159. https://doi.org/10.1529/biophysj.104.052290
  11. 11. Maskarinec, S.A., Hannig, J., Lee, R.C., et al., Direct observation of poloxamer 188 insertion into lipid monolayers, Biophys. J., 2002, vol. 82, p. 1453. https://doi.org/10.1016/S0006-3495 (02)75499-4
  12. 12. Krylova, O.O., Melik-Nubarov, N.S., Badun, G.A., Ksenofontov, A.L., Menger, F.L., and Yaroslavov, A.A., Pluronic L61 accelerates flip-flop and transbilayer doxorubicin permeation, Chemistry, 2003, vol. 9 (16), p. 3930.
  13. 13. Zhirnov, A.E., Demina, T.V., Krylova, O.O., Grozdova, I.D., and Melik-Nubarov, N.S., Lipid composition determines interaction of liposome membranes with Pluronic L61, Biochim. Biophys. Acta, 2005, vol. 1720(1–2), p. 73.
  14. 14. Erukova, V.Y., Krylova, O.O., Antonenko, Y.N., and Melik-Nubarov, N.S., Effect of ethylene oxide and propylene oxide block copolymers on the permeability of bilayer lipid membranes to small solutes including doxorubicin, Biochim. Biophys. Acta, 2000, vol. 1468(1–2), p. 73.
  15. 15. Cheng, C.Y., Wang, J.Y., Kausik, R., et al., Nature of interactions between PEO-PPO-PEO triblock copolymers and lipid membranes:(II) role of hydration dynamics revealed by dynamic nuclear polarization, Biomacromolecules, 2012, vol. 13, p. 2624. https://doi.org/10.1021/bm300848c
  16. 16. Ileri Ercan, N., Stroeve, P., Tringe, J.W., et al., Understanding the interaction of pluronics L61 and L64 with a DOPC lipid bilayer: an atomistic molecular dynamics study, Langmuir, 2016, vol. 32, p. 10026. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.6b02360
  17. 17. Hezaveh, S., Samanta, S., De Nicola, A., et al., Understanding the interaction of block copolymers with DMPC lipid bilayer using coarse-grained molecular dynamics simulations, J. Phys. Chem. B, 2012, vol. 116, p.14333. https://doi.org/10.1021/jp306565e
  18. 18. Rabbel, H., Werner, M., and Sommer, J.U., Interactions of amphiphilic triblock copolymers with lipid membranes: modes of interaction and effect on permeability examined by generic Monte Carlo simulations, Macromolecules, 2015, vol. 48, p. 4724.
  19. 19. Zaki, A.M. and Carbone, P., How the incorporation of Pluronic block copolymers modulates the response of lipid membranes to mechanical stress, Langmuir, 2017, vol. 33, p. 13284. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.7b02244
  20. 20. Krylova, O.O. and Pohl, P., Ionophoric activity of pluronic block copolymers, Biochemistry, 2004, vol. 43, p. 3696. https://doi.org/10.1021/bi035768l
  21. 21. Anosov, A. A., Smirnova, E. Y., Korepanova, E. A., Kazamanov, V. A., and Derunets, A. S., Different effects of two Poloxamers (L61 and F68) on the conductance of bilayer lipid membranes, Europ. Phys. J. E, 2023, vol. 46(3), p. 14. https://doi.org/10.1140/epje/s10189-023-00270-1
  22. 22. Mueller, P., Rudin, D.O., Tien, H. T., and Wescott, W. C., Reconstitution of excitable cell membrane structure in vitro, Circulation, 1962, 26:1167.
  23. 23. Antonov, V.F., Smirnova, E.Y., Anosov, A.A., et al., PEG blocking of single pores arising on phase transitions in unmodified lipid bilayers, Biophysics, 2008, vol. 53 (5), p. 390. https://doi.org/10.1134/S0006350908050126
  24. 24. Grozdova, I.D., Badun, G.A., Chernysheva, M.G., et al., Increase in the length of poly (ethylene oxide) blocks in amphiphilic copolymers facilitates their cellular uptake, J. Appl. Polym. Sci., 2017, vol. 134, p. 45492. https://doi.org/10.1002/app.45492
  25. 25. Tristram-Nagle, S., Kim, D.J., Akhunzada, N., et al., Structure and water permeability of fully hydrated diphytanoylPC, Chem. Phys. Lipids, 2010, vol. 163, p. 630. https://doi.org/10.1016/j.chemphyslip.2010.04.011
  26. 26. Рытов, С. М. Введение в статистическую радиофизику. М.: Наука, 1976. С. 36–41. [Rytov, S.M., Introduction to Statistical Radiophysics (in Russian), Moscow: Science, 1976, p. 36–41.]
  27. 27. Abidor, I.G., Arakelyan, V.B., Chernomordik, L.V., et al., Electric breakdown of bilayer lipid membranes: I. The main experimental facts and their qualitative discussion, J. Electroanal. Chem. Interfacial Electrochem., 1979, vol. 104, p. 37. https://doi.org/10.1016/S0022-0728 (79)81006-2
  28. 28. Glaser, R.W., Leikin, S.L., Chernomordik, L.V., et al., Reversible electrical breakdown of lipid bilayers: formation and evolution of pores, Biochim. Biophys. Acta, Biomembr., 1988, vol. 940, p. 275. https://doi.org/10.1016/0005-2736 (88)90202-7
  29. 29. Weaver, J.C. and Chizmadzhev, Y.A., Theory of electroporation: a review, Bioelectrochem. Bioenerg., 1996, vol. 41, p. 135. https://doi.org/10.1016/S0302-4598 (96)05062-3
  30. 30. Böckmann, R.A., De Groot, B.L., Kakorin, S., et al., Kinetics, statistics, and energetics of lipid membrane electroporation studied by molecular dynamics simulations, Biophys. J., 2008, vol. 95, p. 1837. https://doi.org/10.1529/biophysj.108.129437
  31. 31. Kirsch, S.A. and Böckmann, R.A., Membrane pore formation in atomistic and coarse-grained simulations, Biochim. Biophys. Acta, Biomembr., 2016, vol. 1858, p. 2266. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.12.031
  32. 32. Bennett, W.D., Sapay, N., and Tieleman, D.P., Atomistic simulations of pore formation and closure in lipid bilayers, Biophys. J., 2014, vol. 106, p. 210. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2013.11.4486
  33. 33. Melikov, K.C., Frolov, V.A., Shcherbakov, A., et al., Voltage-induced nonconductive pre-pores and metastable single pores in unmodified planar lipid bilayer, Biophys. J., 2001, vol. 80, p. 1829. https://doi.org/10.1016/S0006-3495 (01)76153-X
  34. 34. Dehez, F., Delemotte, L., Kramar, P., et al., Evidence of conducting hydrophobic nanopores across membranes in response to an electric field, J. Phys. Chem. C, 2014, vol. 118, p. 6752. https://doi.org/10.1021/jp4114865
  35. 35. Anosov, A.A., Smirnova, E.Y., Sharakshane, A.A., et al., Increase in the current variance in bilayer lipid membranes near phase transition as a result of the occurrence of hydrophobic defects, Biochim. Biophys. Acta, Biomembr., 2020, vol. 1862, p. 183147. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2019.183147
  36. 36. Akimov, S.A., Volynsky, P.E., Galimzyanov, T.R., et al., Pore formation in lipid membrane I: Continuous reversible trajectory from intact bilayer through hydrophobic defect to transversal pore, Sci. Rep., 2017, vol. 7, p. 1. https://doi.org/10.1038/s41598-017-12127-7
  37. 37. Hub, J.S. and Awasthi, N., Probing a continuous polar defect: A reaction coordinate for pore formation in lipid membranes, J. Chem. Theory Comput., 2017, vol. 13, p. 2352. https://doi.org/10.1021/acs.jctc.7b00106
  38. 38. Ting, C.L., Awasthi, N., Müller, M., et al., Metastable prepores in tension-free lipid bilayers, Phys. Rev. Lett., 2018, vol. 120, p. 128103. https://doi.org/10.1103/PhysRevLett.120.128103
  39. 39. Bubnis, G. and Grubmüller, H., Sequential water and headgroup merger: Membrane poration paths and energetics from MD simulations, Biophys. J., 2022, vol. 119, p. 2418. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2020.10.037
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека